lunes, 10 de diciembre de 2018

Práctica 11: Medición de la glucosa en sangre


OBJETIVO

Medir glucosa en sangre

MUESTRA

  • Sangre

REACTIVOS Y MATERIAL

  • Glucómetro
  • ACCU-CHECK AVIVA TEST STRIPS 50
  • Lanceta

PROCEDIMIENTO

Puncionamos el dedo con una lanceta e introducimos el ACCU-CHECK AVIVA TEST STRIPS 50 en el glucómetro. La gota de sangre la colocamos en el ACCU-CHECK AVIVA TEST STRIPS 50 y observamos el valor

  




Práctica 10: Medición de la glucosa en orina

 
OBJETIVO
 
 
Determinar la glucosa que hay en orina
 
 
MUESTRA
 
  • Orina
  • Orina con glucosa
  • Orina de una persona diabética
 
REACTIVOS
 
  • Tiras de reactivos de orina
  • Glucosa
 
PROCEDIMIENTO
 
Primero añadimos glucosa a un bote con orina de una
persona no diabética e introducimos una tira en el bote
que contiene esa orina. Seguidamente introducimos otra
tira en  el bote que contengan orina de una persona
diabética y otra en el bote que contenga orina normal.
 
 

miércoles, 5 de diciembre de 2018

Práctica9: Cuantificación de una proteína sanguínea por inmunodifusión radial


OBJETIVO

 Es una técnica cuantitativa muy sensible que se utiliza a menudo para detectar los niveles de determinadas proteínas sanguíneas de los paciente.
Vamos a determinar cuantitativamente una concentración desconocida de una proteína
COMPONENTES DEL KIT
Solución anticuerpos(Conservar entre 4-8ºC) 
Solución antígeno estándar(Conservar entre 4-8ºC)
Agarosa UltraSpec(Conservar entre 4-8ºC)
Tampón en polvo(Conservar entre 4-8ºC)
Proteína de concentración desconocida(Ag)(Conservar entre 4-8ºC)
Placas de petri
2 Pipetas de 10ml
10 cortadores para pocillos
80 pipetas de transferencia
70 tubos de microtest
1 plantilla de papel
 
MATERIAL
  • Micropipetas y puntas automáticas(5-50μL)
  • Bombas o peras de succión de pipeta
  • Regla
  • Caja o plato de plástico
  • Lámina de plástico para envolver (film transparente)
  • Papel
  • Agua destilada
  • Microondas
  • Frasco erlenmeyer
  • vaso  o frasco de 150 ml
  • Baño de agua
  • Probeta graduada de 250ml
  • Estufa de incubación(37ºC)

 
PROCEDIMIENTO
 
PREPARACIÓN DE LA AGAROSA
1.En un erlenmeyer, añadiremos todo el contenido del envase de tampón en polvo a 200ml de agua destilada después agitamos la solución hasta que el polvo se disuelva. De esta solución separamos y guardamos 50ml para usar como tampón de dilución en un vaso de precipitados
2. Añadir todo el contenido del paquete de agarosa al matraz con 150ml de tampón, agitamos la solución, con la ayuda de un lápiz o permanente marcamos el nivel de volumen de la solución en el matraz
Introducimos el matraz en el microondas hasta llegar al punto de ebullición pero sin dejarlo hervir, para ello cubriremos el matraz erlenmeyer con papel y calentar durante 1min, a continuación agitamos y volvemos a calentar a intervalos de 25 segundos hasta ver que la agarosa esté totalmente disuelta, la solución final debe ser clara y transparente
3. Enfriar la solución de agarosa a 50ºC en el baño de agua, iremos agitando la solución ocasionalmente mientras se enfría

 
PREPARACIÓN DE PLACAS CON AC
1.Vertemos 26ml de solución de agarosa en un tubo grande (nosotros usamos un tubo de ensayo)
2. Añadimos al tubo el contenido completo de la solución de Ac  y mezclaremos con una pipeta, mantener la solución caliente en el baño para que no solidifique antes de tiempo.
3. Con una pipeta manual de 5ml colocaremos 2,5ml en el fondo de la placa de petri extendiendo la agarosa para cubrir el fondo. Dejamos secar la agarosa para su solidificación durante 10 minutos aproximadamente

 
PREPARACIÓN CÁMARA DE INCUBACIÓN
1.Utilizamos una cubeta de plástico.
2.Añadimos en el fondo papel de manos y posteriormente agua destilada, absorbiendo todo el agua.
3.Cubrimos con film el recipiente

 
DESARROLLO DE LA PRÁCTICA

 
  1. Preparamos los pocillos en las placas de agarosa, primero colocamos la plantilla debajo de la placa para que el patrón esté centrado
y realizamos los pocillos con el cortador de pocillos (pajitas o pipeta pasteur cortada)

 
  1. Preparamos las soluciones estándar( dilución seriada)
Marcamos 4 tubos eppendorf :1/2,1/4,1/8 y 1/16,con una micropipeta añadimos 50 microlitros de tampón a cada tubo. Posteriormente añadimos 50 microlitros de solución antígeno estándar al tubo 1/2 y mezclamos. Con una nueva punta de pipeta transferimos 50 microlitros de la dilución 1/2 al tubo 1/4, 50 microlitro de la dilución 1/4 al tubo 1/8 y 50 microlitros del 1/8 al tubo 1/16.
En cada paso se cambia la punta de pipeta por otra nueva

 

  1. Cargamos los patrones y la muestra
En los laterales de la placa enumeramos los pocillos externos del 1 al 5 dejando el central sin marcar, cargamos los pocillos del 1 al 5 con la misma micropipeta. En el pocillo 5 cargamos 5 μL de la dilución del antígeno 1/16,en el pocillo 4 cargamos 5 μL de la dilución de antígeno 1/8, en el pocillo 3 cargamos 5 μL de la dilución de antígeno 1/4, en el pocillo 2 cargamos 5 μL de la dilución de antígeno 1/2 y en el pocillo 1 cargamos 5 μL de antígeno no diluido. Con una nueva punta de micropipeta, cargamos 5 μL de la solución de proteína de concentración desconocida en el pocillo central. Marcamos en la tapa de la placa el número del grupo e iniciales y colocamos la tapa en la placa hacia arriba, la introducimos en la cámara de incubación y finalmente cubrimos
la cámara e incubamos en estufa a 37ºC o temperatura ambiente durante 24-48h

 
  1. Leemos los resultados
Medimos el diámetro de los halos con una regla en milímetros.
Para realizar la curva estándar elevaremos los resultados medidos al cuadrado.
Indicaremos la concentración del Ag en el eje X y el diámetros al cuadrado en el eje Y
A partir de esta curva se puede determinar la concentración desconocida encontrando el valor del diámetro al cuadrado en el eje Y, encontrando el punto de intersección en la línea de la curva estándar y obteniendo el valor en el eje X, siendo ésta la concentración del Ag en la solución

 

Práctica 8: Identificación y cuantificación de proteínas plasmáticas en suero.



OBJETIVO
Cuantificar proteínas plasmáticas:
 
  • Albúmina
  • Alfa1-globulinas
  • Alfa2-globulinas
  • Beta-globulinas
  • Gamma-globulinas
 

MATERIAL
  • Alimentador para electroforesis.
  • Cubeta de electroforesis.
  • Aplicador
  • Tiras de acetato de celulosa.
  • Láminas Mylar.
  • Papel de filtro.
     
MUESTRA
  • Suero
REACTIVOS
 
  • Solución tampón (tris hipurato)
  • Colorante rojo Ponceau.
  • Decolorante rojo Ponceau.
  • Solución transparentadora.
  • Solución disolvente (ácido acético al 80%)
     

TÉCNICA
 
Una vez hemos abierto el envase de tiras, debemos conservar las sobrantes en una solución de metanol al 30-40%.

  
Preparamos el buffer para técnica semimicro tomando 100ml de tris hipurato concentrado para 1.000ml de agua destilada.
El decolorante lo preparamos disolviendo un sobre de ácido cítrico en polvo en 1.000ml de agua destilada o  preparando una disolución de ácido acético al 5%.
Introducimos las tiras de en 100ml de buffer para el equilibrado de ellas.
Llenamos completamente un compartimento de la cámara e inclinamos para igualar el nivel en ambos compartimentos.
Para secar las tiras tras el buffer, las colocamos entre dos hojas de papel de filtro para retirar así el exceso de buffer. Cuando se han secado colocamos las tiras en el puente con la cara absorbente hacia arriba. Introducimos el puente en la cámara de electroforesis y aplicamos la muestra en la tira utilizando un aplicador adecuado durante unos 10 segundos.

El voltaje de la fuente de alimentación debe de ser de 200 v durante 35 minutos. Una vez pasados los 35 minutos desconectamos la fuente de alimentación y retiramos la tira para posteriormente teñirla.

Sumergimos las tiras en colorante Rojo Ponceau durante 5 minutos, a continuación las sumergimos en solución de ácido   cítrico, aplicando 2 o 3 baños sucesivos hasta obtener un fondo blanco.
 
Cuando se han  decolorado sumerjimos las tiras en el líquido transparentador durante un minuto. Llevamos la tira a la estufa a 80ºC durante 10 minutos. Al sacarla la leemos en el fotodensitómetro.